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La interacción entre el cáncer y el sistema inmunológico del huésped ocurre principalmente en el estroma tisular reactivo que rodea los tumores, un área conocida como Microambiente Inmunológico Tumoral (TIME, por sus siglas en inglés). La aplicación clínica revolucionaria de los inhibidores de puntos de control inmunológico, particularmente las terapias dirigidas contra la proteína 1 de muerte programada (PD-1, un receptor co-inhibitorio de las células T) y el ligando 1 de muerte programada (PD-L1, también conocido como B7-H1/CD274), no solo ha impulsado la inmunoterapia contra el cáncer a una nueva era, sino que también ha convertido el análisis funcional del TIME en un enfoque central tanto en entornos de investigación como clínicos. La caracterización precisa de la composición celular, los estados funcionales y las redes de interacción molecular del TIME es un requisito previo crucial para la detección de biomarcadores predictivos de la respuesta a la inmunoterapia. Además, aclarar profundamente los mecanismos duales pro-cáncer/anti-cáncer de various células inmunitarias en el TIME y sus asociaciones dinámicas con las células tumorales puede proporcionar un soporte fundamental para el desarrollo de nuevas estrategias inmunoterapéuticas. Sin embargo, la alta heterogeneidad del TIME y el desafío de detectar moléculas inmunitarias de baja abundancia plantean serios desafíos a las técnicas analíticas tradicionales, requiriendo urgentemente herramientas de detección in situ multiplex dirigidas y altamente sensibles para superar este dilema.

La vía de señalización Forkhead es una red molecular conservada y evolutivamente antigua centrada en los factores de transcripción Forkhead box (FOX), una familia de proteínas caracterizada por un dominio de unión al ADN "Forkhead" altamente conservado (≈100 aminoácidos) que media la unión específica de secuencia a los promotores de genes diana.

La ferroptosis se considera una modalidad de muerte celular del metabolismo. Los mecanismos bioquímicos de la ferroptosis implican una interacción compleja entre el estrés oxidativo, el metabolismo lipídico y la homeostasis del hierro que da lugar a la peroxidación de los fosfolípidos que contienen ácidos grasos poliinsaturados (PUFA) para producir radicales de peróxido de fosfolípido.

En el campo de la detección in situ de proteínas en tejidos, la inmunohistoquímica (IHC), la inmunofluorescencia convencional (IF) y la inmunofluorescencia múltiple (TSA) son las tres tecnologías más utilizadas. Las tres se basan en la unión específica antígeno-anticuerpo, pero difieren fundamentalmente en el rendimiento de detección, la sensibilidad y las capacidades de resolución espacial, lo que determina directamente su ámbito de aplicación en la investigación científica y los entornos clínicos. Este artículo analizará sistemáticamente las diferencias entre las tres desde tres dimensiones: núcleo técnico, rendimiento clave y escenarios aplicables, proporcionando referencias precisas para el diseño experimental y la selección de tecnología.

Los DSB se reparan mediante un mecanismo de unión de extremos o por recombinación homóloga (RH).

Nuestro kit TSA cuenta con una gama completa de componentes de productos, que incluyen fluoróforos etiquetados con TSA, tampón de dilución TSA, H₂O₂ al 3%, solución de bloqueo, tampón de dilución de anticuerpo primario, tampón de elución de anticuerpo, IgG HRP-cabra anti-conejo/ratón, solución de tinción DAPI y medio de montaje antidisminución de fluorescencia, proporcionando a los usuarios una solución experimental integral y mejorando en gran medida la conveniencia experimental.

La tecnología de amplificación de señal de ti ramida (TSA) es una técnica de detección in situ de alta sensibilidad basada en reacciones catalíticas enzimáticas. Su mecanismo central utiliza la actividad catalítica altamente eficiente de la peroxidasa de raíz de rábano (HRP) para marcar específicamente y densamente proteínas objetivo o moléculas de ácido nucleico en las muestras. Como método clave para superar el cuello de botella de sensibilidad de las tecnologías de detección tradicionales, la tecnología TSA, a través de su efecto único de amplificación de señal, puede mejorar significativamente la intensidad de las señales fluorescentes relacionadas con el objetivo en múltiples escenarios de aplicación centrales, como inmunocitoquímica (ICC), inmunohistoquímica (IHC) e hibridación in situ (FISH). En comparación con los métodos de detección tradicionales, esta tecnología puede capturar eficazmente objetivos de baja abundancia, incluidas proteínas expresadas funcionalmente, marcadores de superficie celular raros, fragmentos de ácido nucleico de baja copia y otras moléculas objetivo que son difíciles de detectar con métodos tradicionales, proporcionando soluciones de detección más precisas y completas para la investigación en ciencias de la vida y el diagnóstico clínico, ampliamente aplicables a varios tipos de muestras, como secciones de parafina, tejidos congelados, muestras celulares y organoides.

El advenimiento de la tecnología de Amplificación de Señal por Tiramida (TSA) ha proporcionado una solución eficiente de amplificación de señal para la tinción fluorescente múltiple, abordando eficazmente muchas limitaciones a las que se enfrentan las tecnologías tradicionales. Su principio fundamental es que el anticuerpo primario se une específicamente al blanco, y después de que el anticuerpo secundario conjugado con peroxidasa de rábano picante (HRP) se una al anticuerpo primario, se introducen moléculas de tiramida portadoras de fluoróforos en el sistema de reacción. Las sales de tiramida marcadas fluorescentemente producen sitios de unión covalente en condiciones de peróxido de hidrógeno catalizado por HRP, lo que desencadena una gran cantidad de reacciones enzimáticas. Estos productos de reacción pueden unirse a proteínas circundantes (como proteínas que contienen residuos de triptófano, histidina y tirosina), acumulando una gran cantidad de fluoróforos en el sitio de unión antígeno-anticuerpo, aumentando la intensidad de la señal en decenas de veces, lo que permite detectar con precisión incluso blancos de baja abundancia.

La purificación de anticuerpos es un proceso que se basa en las características biológicas de los anticuerpos, como la carga, el tamaño y la hidrofobicidad de las moléculas de anticuerpos, para seleccionar métodos apropiados y aislar los anticuerpos objetivo de mezclas complejas mediante técnicas cromatográficas de múltiples pasos.

Durante la preparación de anticuerpos monoclonales, hay dos procesos de cribado. El primero es cribar células hibridoma, y el segundo es cribar进一步 células hibridoma que produzcan anticuerpos específicos.